Rhizopus arrhizus ucp1295 como fonte econômica para produção de biopolímeros funcionais quitina e quitosana utilizando substratos renováveis / Rhizopus arrhizus ucp1295 as economic source for production of functional biopolymers chitin and chitosan using renewable substrates

Authors

  • Edson R. Vieira Brazilian Journals Publicações de Periódicos, São José dos Pinhais, Paraná
  • Adriana A. Antunes
  • Celuta S. Alviano
  • Daniela S. Alviano
  • Eliana Barreto Bergter
  • Marcos C. Luna
  • Rosileide Fontenele da Silva Andrade
  • Galba M. de Campos Takaki

DOI:

https://doi.org/10.34117/bjdv6n10-170

Keywords:

Fungo Mucorales, efluente industrial, co-polímeros, biomoléculas versáteis.

Abstract

Neste trabalho foi investigada a produção de quitina e quitosana por Rhizopus arrhizus UCP 1295 isolado do solo da Caatinga do Estado de Pernambuco, Brasil, utilizando o efluente industrial de doces e milhocina como substratos de baixo custo, considerando a versatilidade de aplicação das biomoléculas. O micro-organismo foi cultivado em diferentes concentrações dos substratos efluente da indústria de doces e milhocina (CSL) em diferentes valores de pH, de acordo com um planejamento fatorial completo 23. Após 96 h de fermentação, a biomassa produzida foi liofilizada e submetida ao tratamento com álcali- ácido-. Os polissacarídeos extraídos foram caracterizados por espectroscopia por transformada de Fourier (FTIR) na região do infravermelho. A maior produção de biomassa (14,11 g/L) foi obtida na condição 6 (8% de efluente industrial de doces, 5% de milhocina e pH 5), enquanto os maiores rendimentos de quitina (169,3 mg/g) e quitosana (239,1 mg/g) foram obtidos em meio contendo 4% de efluente da indústria de doces, sem milhocina, nas condições 3 (pH 7) e 1 (pH 5), respectivamente. A quitina apresentou grau de acetilação de 71,4% e a quitosana de 86,0%, de desacetilação, respectivamente. Além disso, foi demonstrado que o efluente industrial de balas e milhocina são substratos renováveis e alternativos na formulação de novos meios de produção de quitina e quitosana. A versatilidade das biomoléculas deve-se as suas propriedades bioquímicas únicas, como biocompatibilidade, biodegradabilidade, não toxicidade, capacidade de formar filmes e aplicações industriais promissoras.

References

ALJAWISHA, I. C.; JORDANE, J.; SCHERA, J.; MUNIGLIA, L. Enzymatic synthesis of chitosan derivatives and their potential applications. J. Mol. Cata. B Enz, n. 112, p. 25-39, 2015. https://doi.org/10.1016/j.molcatb.2014.10.014

BARIKANI, M.; OLIAEI, E.; SEDDIQI, H.; HONARKAR, H. Preparation and application of chitin and its derivatives: A review. Iran. Polym. J, v. 23, n. 4, p. 307–326, 2014. https://doi.org/10.1007/s13726-014-0225-z

BATISTA, A.C.L.; SILVA, M.C.F.; BATISTA, J.B.; NASCIMENTO, A.E.; CAMPOS-TAKAKI, G.M. “Eco-friendly chitosan production by Syncephalastrum racemosum and application to the re moval of acid orange 7 (AO7) from wastewaters”. Molecules, v. 18, n. 7, p. 7646–7660, 2013. https://doi.org/10.3390/molecules18077646

BERGER, L.R.R.; STAMFORD, T.C.M.; STAMFORD-ARNAUD, T.M., FRANCO, L.O.; NASCIMENTO, A.E.; CAVALCANTEM H.M.; MACEDO, R.O.; CAMPOS-TAKAKI, G.M. Effect of corn steep liquor (CSL) and cassava wastewater (CW) on chitin and chitosan production by Cunninghamella elegans and their physicochemical characteristics and cytotoxicity. Molecules, v. 19, n. 3, p. 2771–2792, 2014. Disponível em: https://doi.org/10.3390/molecules19032771

BERGER, L.R.R.; STAMFORD, T.C.M.; STAMFORD-ARNAUD, T.M.; ALCÂNTARA , S.R.C.; SILVA, A.C.; SILVA, A.M.; NASCIMENTO, A,E.; CAMPOS-TAKAKI, G.M. 2014 b.Green Conversion of Agroindustrial Wastes into Chitin and Chitosan by Rhizopus arrhizus and Cunninghamella elegans Strains. International Journal of Molecular, v. 15, n. 5, p. 9082-9102, 2014. Disponível em: https://doi.org/10.3390/ijms15059082

CARDOSO, A.; LINS, C.I.M.; SANTOS, E.R.; FREITAS, S.M.C.; CAMPOS-TAKAKI, G.M. Microbial enhance of chitosan production by Rhizopus arrhizus using Agroindustrial Substrates. Molecules, v. 17, n. 5, p. 4904-4914, 2012. https://doi.org/10.3390/molecules17054904.

CASTELEIJN, M.G.; RICHARDSON, D.; PARKKILA, P.; GRANQVIST, N.; URTTI, A.; VIITALA, T. Spin coated chitin films for biosensors and its analysis are dependent on chitin-surface interactions. Colloids Surf. A Physicochem. Eng. Asp, v. 539, p. 261-272, 2018. https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2017.12.036

CHATTERJEE, S.;GUHAB, A.K. ; CHATTERJEE, B.P. Evaluation of quantity and quality of chitosan produce from Rhizopus oryzae by utilizing food product processing waste whey and molasses. J Environ Manage, n. 251, p. 1-7. 2019. doi:10.1016/ j.jenvman.2019.109565

CRUZ, J.B.; CATÃO, C.D.S.; BARBOSA, R.C.; FOOK, M.V.L. 2016. Synthesis and characterization of chitosan scaolds with antineoplastic agent. Matéria, v. 21, n. 1, p. 129-140. Disponível em: https://doi.org/10.1590/S1517-707620160001.0012

DIAS, K.B.; SILVA, D.P.; FERREIRA, L.A.; FIDELIS, R.R.; COSTA, J.L.; SILVA, A.L.L.; SCHEIDT, G.N. Chitin and chitosan?: Characteristics , uses and production current perspectives. J. Biotechnol. Biodivers, n. 4, p. 184–191. 2013. Disponível em: https://www.researchgate.net/publi cation/257363638

DOLATABADI, S., KOLECKA, A., VERSTEEG, M., DE HOOG, S.G., BOEKHOUT, T. Differentiation of clinically relevant mucorales Rhizopus microsporus and R. arrhizus by matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS), J. Med. Microbiol, v. 64, n. 7, p. 694–701, 2015. Disponível em: https://doi.org/10.1099/jmm.0.000091

EBRAHIMZADEH, M.A., CHABRA, A., GHARAEI-FATHABAD, E., POURMORAD, F. Preparation of chitosan from Penicillium spp. and determination of their degree of deacety lation. Indian J. Biotechnol, v. 12, n. 2, p. 231–235, 2013. Disponível em: https://dx.doi.org/10.4 3 14/jasem. v21i7.26

ELSOUD, M.M.A; EL KADY, E.M. 2019. Current trends in fungal biosynthesis of chitin and chito san. Bulletin National Research Centre, n. 43, p. 1-12, 2019. Disponível em: https://doi.org/10. 1186/s42269-019-0105-y

GHADI, A; MAHJOUB, S; TABANDEH, F; TALEBNIA, F. Synthesis and optimization of chito san nanoparticles: Potential applications in nanomedicine and biomedical engineering. Cas pian J Intern Med, v. 5, n. 3, p. 156-161. 2014. Disponível em: https://www.researchgate.net/publication /263280383.

GHORMADE, V.; PATHAN, E.K.; DESHPANDE, M. V. Can fungi compete with marine sources for chitosan production?. Int. J. Biol. Macromol, n. 104, p. 1415–1421, 2017. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2017.01.112

HU, K.J.; YEUNG, K.W.; HO, K.P.; HU, J.L. Rapid extraction of high-quality chitosan from Mycelia of Absidia glauca. J. Food Biochem, v. 23, n. 2, p. 187–196, 1999. https://doi.org/10.10 16/j.fm.2014.06.007

JUN, C.; JIN, L.; CHANGGAO, W.; JIANGUO, L.; YING, H.; JIANHONG, Y.; YUMIN, D.; HUA, Z. Parametric optimization of extracellular chitin deacetylase production by Scopula brevicaulis, J. Biocata. and Biotransformation, v. 2, n.1, p. 1-5, 2013. http://doi:10.4172/2324-9099.0 00103

KACZMAREK,M.B.; STRUSZCZYK-SWITA, K.; LI, X.; SZCZ?SNA-ANTCZAK, M.; DAROCH, M. Enzymatic Modifications of Chitin, Chitosan, and Chitooligosaccharides. Front. Bioeng. Biotechnology. n. 7 , p. 1-28, 2019. https://doi.org/10.3389/fbioe.2019.00243

KODAL, S.P.; AKSU, Z. Cationic surfactant-modified biosorption of anionic dyes bydried Rhizop us arrhizus. Environ. Technolology. v. 38, n. 20, p. 2551–2561, 2017. https://doi.org/10.1080/095 93330.2016.1270357

LIMA, C.; FONTENELE, R.; ANDRADE, S.; OKADA, K. Produção simultânea de biomassa e li pídeos utilizando meios contendo resíduos agroindustriais por Mucor subtilíssimus (UCP/WFCC 12 62 ), Cunninghamella echinulata (UCP/WFCC 1299) e Rhizopus microsporus (UCP/WFCC 1304) isolados do solo da Caatinga. Engevista, v. 19, n. 5, p. 1417–1430. 2017. doi: https://doi.org/10.224 09/engevista.v19i5.989.

MACIEL, V.B.V.; YOSHIDA, C.M.P.; FRANCO, T.T. Chitosan/pectin polyelectrolyte complex as a pH indicator. Carbohydr. Polym, n. 132 , p. 537–545. 2015. Disponível em: https://doi.org/10. 1016/j.carbpol.2015.06.047

YAMASHITA, K.; KAZUE NARIHIRO, K.; FUKAMIZO, T. 2014. Production of chitooligosaccharides from Rhizopus oligosporus NRRL2710 cells by chitosanase. Digestion Carbohydr. Res., n. 383, p. 27–33, 2014. https://doi.org/10.1016/j.carres.2013.06.002

NAMBOODIRI, T.M.M.; PAKSHIRAJAN, K. Valorization of waste biomass for chitin and chitosan production. Waste Biorefinery, Integrating Biorefineries for Waste Valorization, Elsevier, p. 241-266. Chapter 10-2020. Disponível em: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-818228-4.00010-1

OZGUN, H.; ERSAHIN, M.E.; DERELI, R.K.; ÇIFÇI, D.I. Confectionery industry: A case study on treatability-based effluent characterization and treatment system performance. Water Sci. Technol. v.66, n.1, 15-20, 2012. · Doi:10.2166/wst.2012.094

OLIVEIRA, C.E.V.; MAGNANI, M.; DE SALES, C.V.; PONTES, A.L.; CAMPOS-TAKAKI, G.M,; STAMFORD, T.C.; DE SOUZA, E.L. Effects of post-harvest treatment using chitosan from Mucor circinelloides on fungal pathogenicity and quality of table grapes during storage. Food Microbiol, v. 44, p. 211-219. 2014. https://doi.org/10.1016/j.fm.2014.06.007

OLIVEIRA, C.E.V.; MAGNANI, M.; DE SALES, C.V.; DE SOUZA PONTES, A.L.; CAMPOS-TAKAKI, G.M. STAMFORD ,T.C.; DE SOUZA, E.L. 2014. Effects of chitosan from Cunninghamella elegans on virulence of post-harvest pathogenic fungi in table, v. 171, p. 54-61. 2014. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2013.11.006

Downloads

Published

2020-10-08

How to Cite

Vieira, E. R., Antunes, A. A., Alviano, C. S., Alviano, D. S., Bergter, E. B., Luna, M. C., Andrade, R. F. da S., & Takaki, G. M. de C. (2020). Rhizopus arrhizus ucp1295 como fonte econômica para produção de biopolímeros funcionais quitina e quitosana utilizando substratos renováveis / Rhizopus arrhizus ucp1295 as economic source for production of functional biopolymers chitin and chitosan using renewable substrates. Brazilian Journal of Development, 6(10), 76444–76456. https://doi.org/10.34117/bjdv6n10-170

Issue

Section

Original Papers